最近幾年，涉及轉運體和受體的生理過程受到越來越多的關注，人們發現轉運體在腸道中發揮著雙向功能(Zietek and Daniel,2015)。除了具有在吸收性腸上皮細胞中的轉運功能，轉運體還在分泌激素的內分泌細胞的頂端膜扮演著感受器的作用(Gorboulev et al.,2012)，調控腸促胰島素釋放進入血液(Diakogiannaki et al.,2013;Roder et al.,2014)。既往研究中，腸道受體也被證明具有類似的調節腸道激素分泌的功能( Reimann et al.,2012 )。腸促胰島素GLP-1和GIP具有促進胰島素分泌的功能，對調節血糖水平至關重要。在腸內分泌細胞中，轉運體和受體作為傳感器，成為2型糖尿病療法開發中具有高度潛力的靶點(Gribble and Reimann,2016;Zictek andDaniel,2015)。

在腸上皮細胞的營養、藥物的吸收功能和內分泌細胞的激素分泌功能等方面(Petersen et al. ,2014;Schweinlinet al.,2016;Zietek et al., 2015 )。這些過程與營養吸收障礙疾病、藥物檢測和代謝紊亂疾病(如肥胖或2型糖尿病)高度相關，由于腸道類器官可以呈現體內組織結構的重要特點，因此它成為高度分化的、功能健全的腸上皮細胞的良好來源。

除此之外，通過利用特定的調節因子如γ-分泌酶抑制劑，類器官還可富集腸道稀有細胞類型，如腸內分泌細胞，其在正常生理條件下僅占腸上皮細胞的1%(Petersen et al.,2015)。以此為基礎的類器官培養將極大地促進實驗技術的發展，對科學研究具有深遠的影響。

研究證實，腸道類器官包含腸上皮的所有細胞類型(Sato et al.,2009;Spence et  al., 2011)，包括分泌GIP和GLP-1的腸內分泌細胞( Petersen et al.,2014;Petersen et al. 2015)。類器官可來自小鼠或人的腸道組織，用標準的細胞培養皿培養，并可在實驗室通過傳代培養數月，因此，最近研究者在探究小鼠腸道類器官是否可以成為用于腸道轉運、感知和激素分泌研究的體外模型(Zietek et al.,2015)，由于腸道營養轉運體特異性表達于膜的頂部或基底外側，因此類器官的上皮包含極化的腸上皮細胞。研究發現，許多營養轉運體，如SGLT1、PEPT1或GLUT5，均表達于面向腸腔的頂端膜，以從消化的食物中吸收營養(Daniel and Zietek,2015)。然而，其他一些營養轉運體，如氨基酸轉運體或GLUT2，則表達于基底膜，從而介導來自腸上皮細胞的養分進入血液循環(Roder et al. 2014)，因此，保證目的轉運蛋白定位在腸道類器官的正確位置是非常重要的。

在研究特定激素分泌時，確保類器官培養中包含腸內分泌細胞亦非常必要，最簡便的方法便是將類器官包埋于石蠟中，進行免疫熒光檢測。在研究轉運蛋白(或其它腸道蛋白)時，推薦利用缺乏目的蛋白表達的敲除小鼠進行類器官培養來驗證染色的特異性。根據不同的目的蛋白，在構建類器官時選擇正確的部位較為關鍵，腸道部位與腸道激素分泌的研究也同樣相關，不同亞型的腸內分泌細胞分布在腸道的不同部位。值得注意的是，從近端小腸到遠端小腸，分離所得到的隱窩明顯減少，培養所得到的類器官也明顯減少。在研究營養感知時，如果所研究的傳感器蛋白的表達位置與目標腸內分泌細胞亞型的分布位置不同則需要做出折中。

 

類器官用于腸道轉運、感知、激素分泌示意圖
 

宿主-微生物相互作用是指微生物(如細菌、寄生蟲、病毒)與宿主(如人類、動物)之間發生的相互作用，宿主-微生物相互作用的研究需要合適的模型系統來模擬體內感染。在過去的幾十年里，研究者們采用了各種體內外實驗模型來研究宿主與微生物的相互作用，這些模型的最終目的是在體外創建一個能夠模擬人體真實情況的環境，以闡明健康和疾病中宿主反應的生理機制。這些模型包括來源于人或動物細胞的細胞培養系(Dingli and Nowak,2006)，可經口或接種感染病原體的選定動物模型(Fang et al.,2013)，以及模擬宿主-細菌相互作用的類器官(Fatehullah et al.,2016)。對于某些感染因子而言，目前完全缺乏良好的模型系統，而對于另一些感染因子，現有的模型也并非最佳。

非類器官方法及類器官方法在宿主-細菌相互作用研究中的優缺點如下。

腸道上皮是成年哺乳動物中自我更新速度最快的組織，它包括一系列分化的細胞類型，每個類型都有其自身的特性。大多數用于研究沙門菌和腸道上皮細胞之間相互作用的體外模型無法重現在正常腸道中觀察到的分化組織成分和結構。創建分化細胞的一種方法是通過懸浮培養技術，該技術使用旋轉壁式生物反應器使細胞保持懸浮并無氣泡通氣，以這種方式形成的三維(3D)聚合體的特征在于具有細胞極性、細胞外基質產生和器官特異性分化。然而，該系統可能缺乏負責腸道組織更新的正常干細胞生態位(Zhang et al.,2014)。

新近發展起來的類器官模型充當了體內外系統之間的橋梁，Ootani等報道了一種復雜的培養體系，即在基質細胞的支持下，將整個腸組織切片包埋在3D膠原結構中(Ootani et al.,2009)。Sato及其同事建立了一個相對簡單的類器官培養系統，使用基質膠作為ECM替代品，并輔以構成關鍵內源性生態位信號的生長因子。該系統已被用于創建具有明顯隱窩和絨毛樣結構域的三維結構，該結構與中央管腔相鄰，其中包含從不斷更新的上皮層中擠出的死細胞(Sato et al.,2009)。類器官如實再現了體內上皮結構，并包含完整的干細胞、祖細胞和分化細胞類型(Fatehullah et al.,2016;Sato et al.,2009)。此后，腸道類器官被用于基礎和臨床研究的各個方面，包括用于產生人腸道類器官，以及用于從具有不同遺傳修飾的動物模型中產生類器官。
 

設計思路

利用來源于隱窩的小鼠腸道類器官，研究者能夠直觀觀察鼠傷寒沙門菌的侵襲性以及類器官的形態變化(Zhang et al.,2014)。在類器官中，結構域與中央管腔相鄰，中央管腔含有從不斷更新的上皮層擠出的死細胞，研究者利用致病性傷寒沙門菌14028S(10°CFU)定植感染培養物。第一個30min的孵育使細菌接觸到類器官細胞表面，30min后，用Hank's平衡鹽溶液(Hank's balanced salt solution,HBSS)洗去細胞外細菌。之后，將受感染的類器官在含有慶大霉素的培養基中培養1h。研究人員發現細菌感染顯著抑制了類器官的生長，包括出芽和類器官培養物的總面積。鼠傷寒沙門菌進入類器官的上皮細胞，導致緊密連接的破壞。例如，在沙門菌感染的類器官中，緊密連接(tight junction,TJ)蛋白ZO-1染色減少并斷開連接(圖13.1)。有趣的是，TJ蛋白Claudin7似乎沒有受到影響。

在感染沙門菌的類器官中檢測了基于NF-kB通路激活的炎癥反應。沙門菌感染的類器官中總kBα顯著減少，磷酸化IkBα增加，磷酸化NF-kB p65也有所增加。通過共聚焦顯微鏡觀察，研究人員發現NF-kB p65已轉移到感染沙門菌的類器官的細胞核中。作為NF-kB激活的下游靶點，與沒有任何感染的類器官相比，受感染類器官中的炎性細胞因子(例如，IL-2、IL-4、IL-6和TNF-a)顯著增加，而且，ELISA對沙門菌感染后1h培養液中IL-6蛋白的檢測靈敏度足夠高。感染1、2、4h后，培養基中的ⅡL-6 蛋白顯著增強(Zhang et al.,2014)。此外，western blot、PCR和免疫熒光數據表明，沙門菌感染(使用GFP標志的Lgr5類器官)顯著降低了干細胞標志物(Lgr5和Bmil)。