基于熒光染色的細胞活力檢測法可用于評估哺乳動物細胞的活力。同時使用兩種熒光染料可以對活細胞群和死細胞群進行雙色區分。在本應用指南中，我們介紹了一種使用二乙酸熒光素（FDA）和碘化丙啶（PI）的染色方案，它們可分別對存活細胞和死亡細胞進行染色。染色方案適用于貼壁細胞、嵌入細胞外基質的單細胞和3D細胞簇，例如細胞球狀體。

在生物學研究中，FDA（二乙酸熒光素）和PI（碘化丙啶）被用作活/死細胞的染色劑。FDA 能夠被細胞吸收，并在酯酶的作用下，無熒光的 FDA 可被轉化為帶綠色熒光的代謝物熒光素。這種轉化過程可以作為細胞活力的指標，因為它依賴于活細胞內的酯酶活性。

與之相對，PI 作為一種細胞核染色染料，它無法穿越活細胞的完整細胞膜。然而，當細胞死亡時，其細胞膜的結構會發生變化，PI能夠通過這些無序的區域進入細胞核，并與 DNA 雙螺旋結構結合。

• 二乙酸熒光素（FDA）

將 5 mg FDA 溶解在 1 mL 丙酮中，配制得 FDA 儲存液（儲存液需 -20 °C 保存）

• 碘化丙啶

將 2 mg PI 溶于 1 mL PBS（ 4 °C 儲存），配制得 PI 原液。

• 不含胎牛血清的細胞培養基

• 磷酸鹽緩沖液或其他緩沖液

• 帶 Texas Red 和 FITC 濾片的倒置熒光顯微鏡

染色步驟

為確保實驗結果的準確性，染色體系應即配即用，且其有效使用時間應嚴格控制在 2 h 以內。在非使用時段，為確保染色體系的穩定性和有效性，應將其避光保存，并置于 4°C 恒溫條件下進行保存。

圖 1：二乙酸熒光素/碘化丙啶染色體系

對于粘附在培養表面或嵌入細胞外基質中的單細胞，建議采用以下染色方案：

1. 根據圖1所示之配方，準確配制染色體系，并將其存放在 4 ℃ 冰箱中冷藏；
2. 將細胞離心后棄上清（去除細胞培養基）；
3. 加入染色體系——其體積應基于所用載玻片或培養皿的尺寸和規格確定（請參考相應的產品規格說明）；
4. 在室溫下避光孵育細胞 4~5 min；
5. 將細胞離心后棄上清（去除染色體系）；
6. 用適量磷酸鹽緩沖液（PBS）沖洗樣本，以去除殘留的染色體系；
7. 加入 PBS 或不含胎牛血清的培養基；
8. 使用熒光顯微鏡觀察細胞。

以下方案適用于 3D 細胞培養，如細胞球狀體、組織等：

1. 根據圖1所示之配方，準確配制染色體系，并將其存放在 4 ℃ 冰箱中冷藏；

2. 收集細胞團；如有必要，將細胞培養體系離心后棄上清，以收集細胞團；

3. 離心后棄上清；

4. 精確加入 1 mL 染色體系；

5. 在室溫下避光孵育細胞 4~5 min；

6. 將細胞離心后棄上清（去除染色體系）；

7. 用適量磷酸鹽緩沖液（PBS）沖洗樣本，以去除殘留的染色體系；

8. 加入 PBS 或不含胎牛血清的培養基；

9. 將細胞團轉移至 ibidi µ-Slide 8 孔腔室載玻片中（ibidi, 80826）；

10. 使用熒光顯微鏡觀察細胞。

    

    ibidi, 80826

常見實驗問題

針對信號弱的問題，建議根據實驗的具體情況調整染料濃度或延長孵育時間。同時，務必確保染色液的使用時間不超過兩小時，以保持其活性。另外，建議將染色液儲存于 4°C 的避光環境中。

高背景信號可能由培養基成分引起，這些成分可能干擾熒光信號的檢測。為確保實驗的準確性，推薦使用不含血清的培養基。另外，可嘗試使用無酚紅培養基或磷酸鹽緩沖液（PBS）作為替代。在除去染色液后，增加額外的清洗步驟有助于降低背景信號的干擾。

熒光信號可能因光漂白效應而隨時間減弱。因此，快速操作對于保持實驗條件的一致性和可重復性至關重要。在處理大量樣品時，建議分批次進行染色，每次僅處理有限數量的樣品。為確保細胞的最佳生長條件，建議使用 ibidi 載物臺培養箱進行培養。

ibidi 載物臺培養箱
 

MCF-7 細胞球狀體的活力染色（從左到右：相差顯微鏡鏡檢（明場）圖像、示 PI 信號、示 FDA 信號、FDA 和 PI 信號的疊加場圖像）比例尺：200 μm。
 

MCF-7 細胞球狀體的共聚焦激光掃描顯微鏡圖像顯示了球狀體的內部結構：壞死的中心被一層有活力的細胞包圍（從左到右：示 PI 信號圖像、示 FDA 信號圖像、FDA 和 PI 信號的疊加場圖像）。標尺：200 μm

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